Químicamente la mayoría de los carotenoides son tetraterpenoides, compuestos de 40 átomos de carbono formados por ocho unidades isoprenoides unidas de forma que la secuencia se invierte en el centro de la molécula. Es decir, la unión de dichas unidades es "cabeza-cola", excepto en el centro de la molécula, donde es "cabeza-cabeza". Debido a ello, los dos grupos metilo centrales de la cadena poliénica están separados por seis átomos de carbono, mientras que el resto están separados por cinco. Algunos carotenoides son acíclicos, si bien la mayoría contienen anillos a uno o ambos extremos de la molécula. Considerando los elementos químicos presentes en sus moléculas, los carotenoides pueden dividirse en dos grandes grupos: carotenos, que son hidrocarburos, y xantófilas, que contienen átomos de oxígeno. Éste puede estar presente en forma de grupo hidroxilo (zeinoxantina, lactucaxantina, etc.), metoxilo (esferoidenona, espiriloxantina, etc.), epóxido (anteraxantina, licopeno-1,2-epóxido, etc.), carbonilo (capsantina, esferoidenona, etc.) o carboxilo (norbixina, neurosporaxantina, etc.), principalmente (66,67). Otros grupos oxigenados presentes en carotenoides son acetatos (fucoxantina, dinoxantina, etc.), lactonas (peridinina, uriólido, etc.) y sulfatos (caloxantina-3-sulfato, nostoxantina-3-sulfato, etc.) (63,68-70).

Las xantófilas hidroxílicas pueden existir en la naturaleza en estado libre o esterificadas con ácidos grasos (palmítico, linoleico, linolénico, esteárico, mirístico, láurico, oleico, etc.) en pimientos y derivados, patatas, mango, cítricos, etc (71-75). Precisamente, la esterificación de carotenoides está suscitando gran interés recientemente, concretamente en relación a la biodisponibilidad de los pigmentos (76,77), a su efecto en las reacciones de los carotenoides con radicales libres (78) y a su papel durante la maduración de frutos (79). Existen asimismo glucósidos (crocina, zeaxantina monoramnósido, etc.) y glucosil ésteres de xantófilas (crocetina monoglucosil éster, glucosil éster del ácido diapolicopenodioico, etc.), los cuales se han descrito en estigmas de azafrán, frutos de gardenia, bacterias, etc. (63,69,70, 80-82). Los carotenoides pueden encontrarse además formando complejos hidrosolubles estables con proteínas, lipoproteínas o glucoproteínas sobre todo en animales invertebrados acuáticos como gambas, langostas y cangrejos, entre muchos otros (3,15, 83).

No todos los carotenoides constan de ocho unidades isoprenoides, ya que algunos, denominados apocarotenoides, poseen un esqueleto de menos de 40 átomos de carbono, debido probablemente a escisiones en uno (por ejemplo el β-apo-8’-carotenal, pigmento presente en el níspero (84) y en cítricos (85), entre otras fuentes) o ambos extremos de la molécula (como por ejemplo la crocetina, pigmento característico del azafrán (86)) (Figura 1). Otros apocarotenoides han sido identificados en diversas fuertes, como las semillas de Bixa orellana (87), el pimiento (88), flores de Boronia megastigma (89), etc. Otros carotenoides con un número de átomos de carbono diferente de 40 son los norcarotenoides, como la peridinina, en los que uno, dos o tres átomos de carbono han sido eliminados del esqueleto hidrocarbonado, o los secocarotenoides (como la β-carotenona) en los que se ha roto un enlace entre carbonos adyacentes (excepto los carbonos 1 y 6 de anillos). Otros carotenoides poseen 45 o 50 átomos de carbono, y se forman por la adición de unidades isoprenoides a los grupos terminales, como por ejemplo la decaprenoxantina. En cuanto a los retrocarotenoides (como la rodoxantina), la posición de los dobles enlaces a lo largo de la cadena poliénica está invertida, de forma que los carbonos 15 y 15’ están unidos por un enlace simple (Figura 1) (63,70, 90, 91).

Debido a la presencia del sistema de d.e.c., podrían existir, en teoría, muchos isómeros geométricos de cada carotenoide, si bien, debido a impedimentos estéricos, sólo algunos son estables (18,63,92). La mayoría de los carotenoides naturales son isómeros todo-trans (todo-E), aunque también existen isómeros cis (isómeros Z) en fuentes naturales, como es el caso de la bixina, presente como (9’Z)-bixina en las semilla de Bixa orellana (93), y del fitoeno, presente comúnmente como (15Z)-fitoeno en productos vegetales y microorganismos (94,95), entre otros. El análisis por cromatografía líquida de isómeros geométricos de carotenoides se ha visto favorecido en los últimos años debido al desarrollo de columnas C30, cuyo diseño las hace muy eficientes para su separación (96, 97). Así, diferentes isómeros de carotenoides han sido objeto de estudio en una gran variedad de fuentes, como vegetales (98), zumo de zanahorias y bebidas enriquecidas en vitaminas (99), mango (100), zumo de naranja (101,102), flores (6,103), etc. El estudio de isómeros geométricos de carotenoides resulta especialmente interesante debido a que parece que presentan distintas actividades o reactividad frente a diversos agentes y que podrían absorberse en diferente medida (104, 105). No obstante, debe tenerse en cuenta que los isómeros cis pueden ser en ocasiones artefactos, producidos durante la manipulación de las muestras o debido a tratamientos tecnológicos o culinarios (106,107). Por otra parte, muchos carotenoides naturales poseen centros quirales, por lo que pueden existir diversos isómeros ópticos de cada uno de ellos, como es el caso de la zeaxantina (Figura 2), capsantina, aloxantina, neoxantina y muchísimos otros (2,63,70).

FIGURA 1 Estructuras químicas de β-apo-8’-carotenal, crocetina, peridinina, decaprenoxantina, semi-β-carotenona y rodoxantina

FIGURA 2 Configuraciones de la zeaxantina

Nomenclatura
Tradicionalmente, los carotenoides se nombraron en función de la fuente de la que se aislaron por primera vez. Así, el término caroteno proviene del nombre científico de la zanahoria (Daucus carota L.), mientras que los pigmentos aislados del pensamiento (Viola tricolor L.) y algunas algas del género Fucus se denominaron violaxantina y fucoxantina, respectivamente. En la actualidad también se usa una nomenclatura semi-sistemática que proporciona información estructural (Tabla 1). Así, se consideran las dos mitades de la molécula del carotenoide, y el compuesto se nombra como derivado del caroteno correspondiente, especificándose los grupos terminales mediante letras griegas (Figura 3). Los cambios en el nivel de hidrogenación y la presencia de sustituyentes se indican mediante el empleo de prefijos y sufijos.

TABLA 1 Nombres semi-sistemáticos de diversos carotenoides

FIGURA 3 Grupos terminales presentes en las moléculas de los pigmentos carotenoides

Propiedades físico-químicas
Los carotenoides son compuestos lipídicos, aunque existen algunas excepciones, por lo que son insolubles en agua y solubles en disolventes orgánicos como acetona, metanol, éter dietílico, hexano, cloroformo y piridina, entre muchos otros. Debido a su carácter hidrofóbico se encuentran normalmente en ambientes lipófilos, como en membranas, si bien su asociación con proteínas o reacciones de glicosilación les permiten también estar presentes en medios acuosos (4,18). En relación con el papel de los pigmentos carotenoides en membranas de distinta naturaleza (41,108), cabe señalar que los carotenos permanecen en el interior de las mismas, mientras que las xantófilas pueden encontrarse en otras localizaciones en las que interaccionan a través de sus grupos hidroxílicos con moléculas de fosfolípidos (18). La asociación con proteínas permite además a los carotenoides permanecer en una posición correcta con respecto a otras moléculas, siendo ejemplos claros de este hecho los complejos pigmento-proteina que mantienen a carotenoides y clorofilas en posiciones adecuadas para los procesos de transferencia de energía que tienen lugar durante la fotosíntesis (109, 110).

Los carotenoides ácidos pueden formar sales sódicas o potásicas solubles en agua por tratatamiento con álcali, como es el caso de bixina, astaceno o mitiloxantina (66,111). Las carotenoproteínas son también solubles en agua y muy estables (4). El color de estos complejos es estable durante años a temperatura ambiente y en contacto con el aire, por lo que tienen un gran interés como posibles colorantes (83). El carácter hidrofóbico de la mayoría de los carotenoides hace que tiendan a la agregación y cristalización en medio acuoso (18), siendo un ejemplo típico los cristales de licopeno en los cromoplastos de los tomates (112,113). Los puntos de fusión son elevados, generalmente comprendidos en el rango 130-220°C y la solubilidad de los cristales generalmente pequeña, siendo mejor en disolventes orgánicos clorados y en benceno (66,111).

El sistema de d.e.c. de las moléculas de carotenoides es responsable de su intenso color. Para que estos pigmentos tengan una coloración perceptible son necesarios al menos siete d.e.c.. Así, el ζ-caroteno (7 d.e.c.) es amarillo pálido, mientras que fitoeno (3 d.e.c.) y fitoflueno (5 d.e.c.), son incoloros (60). El color se debe concretamente a la oscilación de los electrones a lo largo de la cadena hidrocarbonada insaturada. La absorción de luz produce el paso de la molécula de su estado energético basal a otro de mayor energía llamado estado excitado. En el caso de los carotenoides, la transición electrónica se produce de orbitales p enlazantes a orbitales p* antienlazantes. Como consecuencia de la deslocalización de los electrones a lo largo de la cadena hidrocarbonada, debido a la presencia de numerosos d.e.c. en ésta, la molécula en estado excitado no posee un alto contenido energético, de ahí que la energía de la radiación visible sea normalmente suficiente para que se produzca el salto electrónico (59). La asociación de carotenoides con proteínas estabiliza a los pigmentos además de extender el rango de colores a verde, azul y púrpura. Así, el máximo de absorción de astaxantina en acetona es 478 nm, mientras que el de la α-crustacianina es 632 nm, de ahí su coloración azulada (114). Analíticamente, el color de los carotenoides es de gran importancia, ya que un cambio de color durante el análisis es indicativo de degradación o de modificación estructural de los pigmentos. De igual forma, el color permite monitorizar su separación mediante cromatografía en columna y en capa fina (111,115).

En los últimos años, han aparecido estudios en los que se propone la medida objetiva del color como una potente herramienta en el ámbito del control de calidad para la estimación rápida del contenido en carotenoides en diversas fuentes, como tomates (8), zumo de naranja (9) y albaricoques (11), fundamentalmente debido a las ventajas que ofrecen tales medidas, como rapidez, no destrucción de las muestras, versatilidad, etc. Así, la medida objetiva del color se ha propuesto recientemente como un método apropiado para la determinación de la actividad vitamínica A de zumos de naranja de una forma más eficiente, rápida y realista en el ámbito del control de calidad (25). Aparte de estos estudios en los que el color se ha correlacionado de algún modo con el contenido en carotenoides, existen otros muchos en los que el contenido de estos pigmentos y el color de diferentes muestras se ha analizado paralelamente (116,117). En este sentido debe también tenerse en cuenta que diversas técnicas espectroscópicas se usan, aunque sin obtener parámetros cromáticos, para el análisis de estos compuestos (118,119).

El espectro de absorción UV-Vis de los carotenoides es de interés para aclarar su estructura. Normalmente aparecen tres máximos cuyas longitudes de onda (λ) dependen del número de d.e.c. y del disolvente empleado para la medida (59,111), si bien el máximo de absorción (λmáx) de los carotenoides in vivo aparece a longitudes de onda unos 10 nm mayores en comparación con los máximos en hexano o etanol, debido a su presencia en un ambiente proteico o lipídico (4). Independientemente del disolvente, las λmáx aumentan con la longitud del cromóforo (59), de forma que los dobles enlaces no conjugados no afectan significativamente al espectro. No obstante, cuando existen d.e.c. en un anillo, debido a que éste no es coplanar con la cadena poliénica lineal, las λmáx aparecen a longitudes de onda menores en comparación con los carotenoides no cíclicos con el mismo número de d.e.c. (120). Los grupos carbonílicos conjugados con la cadena poliénica también aumentan la longitud del cromóforo. Así, la presencia de uno de estos grupos en un anillo hace que los máximos se localicen a λ aproximadamente 10 nm superiores, mientras que su presencia en la cadena poliénica hace que se desplacen a longitudes de onda en torno a 30 nm superiores (115,121). Los grupos hidroxilo y metoxilo, sin embargo, no afectan al cromóforo, de ahí que los espectros del β-caroteno y sus hidroxiderivados β-criptoxantina y zeaxantina sean prácticamente idénticos. Por otra parte, la forma del espectro y la persistencia de las bandas de absorción, lo que comúnmente se conoce como estructura fina, reflejan el grado de planaridad del cromóforo. El sistema de d.e.c. de los carotenoides acíclicos puede adoptar una conformación casi planar, de ahí que sus espectros presenten máximos y mínimos perfectamente definidos, aunque la persistencia de las bandas disminuye cuando existen más de nueve d.e.c.. El espectro de los carotenoides cíclicos en los que el cromóforo no se extiende a los anillos presenta también bandas de absorción persistentes (120), aunque cuando la conjugación se extiende a anillos existen impedimentos estéricos entre el grupo metilo en el carbono 5 del anillo y el átomo de hidrógeno del carbono 8 de la cadena poliénica, que hacen que los dobles enlaces de los anillos no sean coplanares con los de la cadena poliénica. Como consecuencia se produce un desplazamiento hipsocrómico (a λ menores) de las λ máx, un efecto hipocrómico (disminución de la absorción) y una pérdida de estructura fina (115,120). Así, la primera banda de absorción de carotenoides con dos anillos β, como β-caroteno, β-criptoxantina y zeaxantina, se reduce a una mera inflexión (67). Cuando existen grupos carbonilos conjugados con la cadena poliénica, se produce un desplazamiento batocrómico (a λ mayores) de los máximos, además de una pérdida de estructura fina, de forma que el espectro de estos compuestos, como astaxantina, cantaxantina o capsorrubina, entre otros, se reduce a una curva simétrica o a una banda principal con inflexiones a uno y otro lado (59,67,115). El espectro de isómeros Z o cis presenta algunas peculiaridades con respecto a los de isómeros todo-E o todo-trans. Así, el máximo de absorción se localiza a λ entre 2 y 6 nm menores en el caso de isómeros mono-cis, la estructura fina disminuye y una nueva banda de absorción aparece en la región ultravioleta (59,92,115).

Los carotenoides en disolución, obedecen la ley de Lambert-Beer, de ahí que se cuantifiquen espectrofoto-métricamente, relacionando la absorbancia a una determinada λ con un valor estándar expresado como coeficiente de absorción, ya sea el coeficiente de absorción específico, ( ), que se define como la absorbancia teórica de una disolución de concentración 1% (P/V) en una cubeta de 1 cm de paso de luz, o el coeficiente de absorción molar, ε, definido como la absorbancia teórica de una disolución de concentración 1 molar. Ambos coeficientes están relacionados por la fórmula ε= ( × peso molecular)/10 (70). Teóricamente, ε es característico del cromóforo e independiente del peso molecular del carotenoide, por lo que podría ser considerado el mismo para carotenoides distintos con idéntico cromóforo, como por ejemplo β-caroteno y zeaxantina. En cambio, los valores de no serían los mismos para ambos compuestos, si bien están relacionados por sus pesos moleculares:

La exactitud de la cuantificación de los carotenoides depende, por tanto, de la de los coeficientes de absorción. Para la determinación de estos coeficientes se recomienda pesar con precisión entre 1 y 2 mg del pigmento puro y disolverlos completamente en un disolvente apropiado (59). Este procedimiento suele ser bastante complicado, sobre todo si los carotenoides están cristalizados, por lo que el contenido en carotenoides es frecuentemente subestimado (66). La determinación cuantitativa de los pigmentos carotenoides, implica por tanto una cierta inexactitud. En relación con este hecho, cabe señalar que los coeficientes de absorción de los isómeros cis son sensiblemente menores que los de los correspondientes isómeros todo-trans, si bien pocos han sido determinados experimentalmente (70), por lo que la cuantificación de los isómeros cis con los valores tabulados para los isómeros todo-trans implica aún un mayor grado de inexactitud. En la literatura existen tablas en las que se indican los valores de los coeficientes de absorción, generalmente el específico, para distintos carotenoides en varios disolventes, especificándose asímismo la λ a la que debe llevarse a cabo la medida de absorbancia (59,67,122,123). No obstante, debido a las dificultades inherentes a la determinación experimental de los coeficientes de absorción, existen discrepancias en algunos de los valores de tabulados (66,115). Para calcular la concentración de un determinado carotenoide se aplica la fórmula x = Ay/( ×100) (120), donde x es el peso del carotenoide en gramos, y es el volumen de la disolución en mililitros, A la absorbancia medida experimentalmente y el coeficiente de absorción específico. Cuando no se ha determinado el coeficiente de absorción específico para un carotenoide o bien se pretende estimar el contenido total de carotenoides de un extracto, se suele usar un valor arbitrario de 2500 (121).

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